Enfrentándonos a la descripción de “nuestros retrones”

La sesión del pasado Miércoles 26 no dejó de ser una reunión “extraña”. Paco, nuestro investigador se empeñó en que entendiéramos la Biología escondida que hay detrás de lo que estamos haciendo y lo que nos queda por hacer…

De nuevo ha hecho hincapié en que debemos de tener muy bien identificados la proteína efectora (PrtAse-WH) y la Reverso Transcriptasa (RT) de cada uno de nuestros sistemas. Esa identificación nos debe permitir ordenarlas en una “matriz de distancias” que nos va a permitir ponernos en la tarea de encontrar el “retrón escondido” en nuestras secuencias.

Lo habíamos hecho pero incluyendo en todas las comparaciones la 1352 (ver Figura 1). Esto lo que hacía era perder información entre la distancia y/o parecido de nuestras secuencias en cada grupo.

Figura 1: Ejemplo de la comparativa del grupo B realizada por las alumnas, en la que se ha incluido nuestra secuencia “modelo” la 1352.

Lo debemos de repetir y ordenar todos contra todos cada uno de los grupos con objeto de tener la  “mejor comparativa ordenada”. Esto es una matriz de distancias.

Figura 2: Ejemplo de la matriz de distancias a llevar a cabo en cada grupo.  Debe de haber cierto paralelismo entra ambas comparativas la de la RT y la de la proteína efectora (la PRTase_WH).

 

Esto nos pondrá un orden preferente para alinear de cada una de las entradas la región intergénica entre nuestros dos marcos abiertos de lectura (donde presumiblemente debemos de encontrar la estructura del retrón… .

Figura 3: Esa estructura deberá estar “escondida” en la secuencia de nucleótidos entre los dos marcos abiertos de lectura.

Para ello debemos seleccionar en cada entrada (1325, 1326, ….) Una sección de secuencia que contenga sólo 25 nt del final de la ORF (correspondiente al efector y 25 nucleótidos del principio de la RT. Y llevar a cabo los alineamientos que nos permitirán inferir la existencia de una estructura secundaria que definirá el retrón (Figura 4).

Figura 4: Ejemplo de los alineamientos que deberemos de llevar a cabo para empezar a definir el retrón en cada uno de los subgrupos (A-D).

Quizás, un buen comienzo podría ser el encontrar inicialmente las dos ‘G’ críticas en la función de todo retrón.

Figura 5: Ejemplo de lo que debemos encontrar, primeramente.

 

Que como vemos no es como buscar una aguja en un pajar pero se parece bastante.

Para ello, vamos a utilizar una herramienta online desarrollada por la Universidad de Viena en Austria (http://rna.tbi.univie.ac.at/cgi-bin/RNAWebSuite/RNAfold.cgi) que nos dará la estructura “secundaria” de todo ácido Nucleico.

Figura 6: El plegamiento de los acidos nucleicos está en la base de la función de todo retrón.

Ánimo!!!!!

que ya estamos en la tarea de describir al completo el nuevo sistema de retrones!!!!

Hip, Hip, Hurra!!!

El pasado lunes 17 (II)

La herramienta Blast, 

de donde provienen nuestras secuencias

Otra de las tareas que descubrimos el pasado lunes 17 fue entender el origen de nuestras secuencias … que no es otro que la base de datos del NCBI donde se encuentra depositado todo (o casi todo) lo secuenciado hasta la fecha… (y anotado): https://www.ncbi.nlm.nih.gov/

Interfaz de la web del NCBI y su herramienta comparativa y de búsqueda “Blast” que puede utilizar secuencias de nucleótidos y de proteínas para la búsqueda…

 

 

Tras introducir la secuencia de la proteína RT de nuestro locus modelo el 1352 de Salmonella enterica.

 

 

 Obtuvimos este resultado:

 

Donde analizando “grafic summary”, alignment results, “distance tree results” podemos entender lo conservado y el número de genes que hay como el nuestro (que son muchos)… . Y entre ellas, está por supuesto la primera que es nuestro gen (nuestra proteína).

Por tanto, es tb una buena herramienta de chequeo del tamaño de genes adecuado que estamos “anotando”.

Una vez identificados los genes debemos de ordenarlos de mayor a menor parecido y confirmar el paralelismo en distancia entre el gen efector y el gen RT… Algo parecido se ha realizado en el artículo del año anterior (fijaros en la figura 5 del artículo del año pasado en recursos: Nidame-Rodriguez y col 2021). Para ello hemos aprendido a utilizar dentro de la herramienta “align del clone manager cómo ordenar nuestras comparaciones (de mayor a menor parecido con nuestro locus modelo (la entrada 1352)

Comparativa de las proteínas estudiadas el año pasado y ordenadas de mayor a menor parecido… Se observa el paralelismo entre dos grupos de genes. Resultado que esperamos obtener tb en nuestro sistema de retrones.

Nuevas tareas nos esperan: terminar de ordenar toda la comparativa del grupo A y anotar e identificar los otros 3 grupos: B, C y D.

Esta labor va a ser importante ya que nos centrará en:

la identificación de la estructura del retrón de este sistema, que como ya hemos visto

nadie ha descrito todavía!!!!

Nos vamos a cercando a nuestra meta!!

La primera sesión del nuevo año (2022)

El pasado Lunes 17 de Enero, tuvimos una jornada “rápida” en la que ya vislumbramos la importancia biológica de lo que va a ser nuestra tarea: la descripción completa de un sistema de retrones no descrito hasta la fecha: el sistema III-A3.

Figura 1: Esquema del sistema de retrones tipo III-A3.

Para ello, nos vamos a servir de 4 “subgrupos” de ejemplos (A-D) que tendremos que analizar “conjuntamente y por separado …

Figura 2: Grupos que vamos a estudiar según la filogenia de las RTs. Son grupos de genes relacionados entre sí de manera significativa (valor de relación muy cercano al 1).

 

En este sentido Celia se preguntaba el porqué de esta selección. Si tenemos unos 143 candidatos por que hemos seleccionado sólo estos subgrupos?? El motivo no es otro que intentar encontrar un patrón de parecidos y divergencias que nos ayuden a establecer las características especiales que pueden tener los retrones de este tipo y por tanto describirlos… .

De hecho, ya hemos realizado un primer análisis y la anotación de los locus genéticos de los sistemas del tipo A-modelo.

 

Y hemos realizado las comparaciones de los dos genes: el efector (PRTaseWH) y la propia reverso transcriptasa (RT). Observando algunas peculiaridades (Figura 3)

Figura 3: Comparativa de las 5 proteínas más relacionadas con nuestro locus modelo (1352 de Salmonella enterica).

 

Así, observamos que una de las proteínas efectoras parece de menor tamaño que las otras (sólo 171 aa).

En realidad, se debe a un error en nuestra interpretación, la proteína (el gen) efectora del locus 155 tiene un tamaño semejante a las otras. Entonces, ¿por qué el clone manager nos la identifica más pequeña?

Figura 4: la herramienta “find ORFs” (búsqueda de marcos abiertos de lectura) del clone manager.

Como podemos observar en el programa la búsqueda de marcos abiertos de lectura no comienza siempre con el triplete ATG… . De hecho, aunque es el mayoritario y más eficiente, no es el único.

Os recomiendo que le echemos un vistazo a este trabajo:

Hecht A, Glasgow J, Jaschke PR, Bawazer LA, Munson MS, Cochran JR, Endy D, Salit M. Measurements of translation initiation from all 64 codons in E. coli. Nucleic Acids Res. 2017 Apr 20;45(7):3615-3626. doi: 10.1093/nar/gkx070. PMID: 28334756; PMCID: PMC5397182.

Que nos lo hemos descargado en recursos (enlace).

En él miden y comparan la eficiencia de comienzo de la traducción de todos y cada uno de los tripletes de nucleótidos (que son 64) (Figura 5).

Figura 5: la traducción puede comenzar por tres tripletes: AUG, GUG y UUG, aunque destaca mayoritariamente AUG.

 

En resumen, el gen efector de nuestro locus 1355, parece comenzar en TTG (UUG) en vez de en ATG (AUG), lo cual aunque no es frecuente, parece suceder en la naturaleza… .

Nuevos subgrupos nos quedan por analizar… esta semana debemos anotarlos todos y “ordenarlos” según su parecido a nuestro sistema modelo: el 1352 de Salmonella entérica.

Primero, los 9 representantes del grupo B (1325-1333), continuaremos por los del C y el D.

¡Confío en que los tengamos todos identificados para la próxima reunión!!!!

Hip, hip hurra

Aupa DNA team!!!!